Моделирование in vivo нарушений липидного обмена (гиперлипидемия, ожирение, метаболический синдром, атеросклероз) представляет значительный интерес с позиции поиска чувствительных биохимических и молекулярно-генетических (геномных, транскриптомных) маркеров, позволяющих осуществлять дифференциальную диагностику, прогноз и выбор персонифицированной диетотерапии у больных при этих состояниях. Разработка таких экспериментальных моделей является сложной задачей, поскольку целый ряд особенностей липидного обмена у человека и наиболее распространенных видов лабораторных животных (крыс, мышей) существенно различается [1, 2]. Существуют два различных подхода к данной проблеме, один из них использует так называемые нокаутные линии животных с отключением определенных генов или их групп (гены аполипротеинов, лептина, липопротеидлипазы, рецепторов липопротеидов, синтазы NO эндотелия и др.), что позволяет приблизить профиль липопротеидов плазмы крови к тому, который наблюдается у больных людей с гиперлипидемией и атеросклерозом [1, 3]. Другой подход состоит в использовании обычных линий мышей и крыс, получающих в течение длительного времени рационы с разбалансированным содержанием пищевого жира и простых сахаров (глюкоза, фруктоза) [4-6]. В этих условиях у животных с алиментарно-индуцированными ожирением, гиперлипидемией и метаболическим синдромом изменяется экспрессия большого числа функционально значимых генов, причем профиль этих изменений не совпадает с таковым у нокаутных животных и в ряде случаев более релевантен тем патологическим сдвигам в обмене веществ, которые наблюдаются у людей с соответствующими нарушениями пищевого поведения [7].
Наиболее распространенными лабораторными линиями мышей и крыс для большинства биомедицинских исследований являются аутбредная линия крыс Вистар и инбредные линии мышей C57Black/6 и BALB/C. Животные этих линий отличаются высокой воспроизводимостью результатов с однотипным и стабильным ответом организма на экспериментальные воздействия пищевыми веществами и фармакологическими препаратами. В литературе описаны различные варианты воспроизведения гиперлипидемии у животных этих линий путем кормления рационами с повышенной квотой жира, простых сахаров и добавками холестерина и желчных кислот [1, 2, 4-6]. Проблемы, возникающие при интерпретации данных этих работ, связаны преимущественно с тем, что в них, как правило, не была обеспечена изокалорийность опытных и контрольных рационов в условиях свободного доступа животных к корму.
Целью данного исследования явилась разработка и характеристика базовых биохимических параметров in vivo модели алиментарной гиперлипидемии у аутбредных крыс линии Вистар и инбредных мышей линии C57Black/6, получающих рационы с повышенным содержанием общего жира, фруктозы, холестерина и сочетанием этих факторов в условиях максимального приближения рационов к изокалорийности.
Материал и методы
Исследования проводили на 48 крысах-самках линии Вистар со средней начальной массой тела 123±1 г и 48 мышах-самках линии C57Black/6 со средней массой тела 17,8±0,1 г, полученных из питомника лабораторных животных филиала "Столбовая" ФГБНУ "Научный центр биомедицинских технологий" ФМБА России. Животных содержали группами по 2 особи в прозрачных пластмассовых клетках из поликарбоната на подстилке из опилок при 20-22 °С и режиме освещения 12/12 ч. Работу с животными выполняли в соответствии с [8] и приказом Минздравсоцразвития России № 708н от 23.08.2010 "Об утверждении Правил лабораторной практики".
Крысы и мыши были разделены на 12 групп, по 8 животных в каждой (крысы: группы 1а, 2а, 3а, 4а, 5а, 6а; мыши: группы 1б, 2б, 3б, 4б, 5б, 6б). Средняя масса тела в группах каждого вида не различалась (р>0,05, ANOVA). В течение 63 дней животные 1а и 1б групп (контрольные группы) получали модифицированный полусинтетический рацион по AIN93 [9], 2а и 2б групп - полусинтетический рацион с повышенным содержанием общих жиров (30% от массы сухого корма) за счет снижения углеводного компонента (крахмал) и сохраненным соотношением минеральных веществ и витаминов; 3а и 3б групп - полусинтетический рацион с добавлением 20% водного раствора фруктозы вместо воды, 4а и 4б групп - полусинтетический рацион с повышенным содержанием общих жиров и добавлением 20% раствора фруктозы вместо воды, 5а и 5б групп - полусинтетический рацион с повышенным содержанием холестерина (0,5% по массе сухого корма за счет подсолнечного масла) и соотношением остальных нутриентов, идентичным рациону контрольной группы, 6а и 6б групп - полусинтетический рацион с повышенным содержанием холестерина и добавлением 20% раствора фруктозы вместо воды. Состав рационов представлен в табл. 1. Животные получали жидкость в режиме свободного доступа и рацион изначально из расчета 15 г на крысу и 4 г на мышь сухого корма в сутки. Для достижения изокалорийности рационов, а также удовлетворения изменяющейся с возрастом физиологической потребности животных в нутриентах и энергии в ходе эксперимента производили ряд изменений в количественном составе экспериментальных рационов. В ходе эксперимента животных еженедельно взвешивали с точностью ±1 г (крысы) и ±0,1 г (мыши), фиксировали заболеваемость, летальность, внешний вид, активность, состояние шерстного покрова, стула, особенности поведения.
Выведение животных из эксперимента осуществляли на 63-й день путем декапитации под эфирной анестезией. Кровь собирали в пробирки с добавлением 10% по объему 1% раствора гепарина в стерильном 0,15 М NaCl и центрифугировали при 3000 об/мин (600 g) в течение 15 мин для отделения плазмы. Отбор органов и тканей (печень, селезенка, сердце, почки, тимус, легкие, головной мозг, жировая ткань) осуществляли стерильными хирургическими инструментами из нержавеющей стали. Немедленно после отбора органы и ткани охлаждали на льду до 0-2 °С, взвешивали. Биологический материал подвергали анализу непосредственно после отбора или хранили до исследования при -80 °С. Массу внутренних органов и жировой ткани определяли с точностью ±0,01 г.
Содержание липопротеинов высокой плотности (ЛПВП), низкой плотности (ЛПНП), общего холестерина, триглицеридов, глюкозы в плазме крови определяли на биохимическом анализаторе Konelab 20i ("Konelab", Финляндия). Экстракцию липидов печени проводили согласно [10]. Содержание общих липидов в печени определяли гравиметрическим методом [11]. Подготовку проб для определения состава жирных кислот осуществляли согласно официальному методу IUPAC [12]. Анализ состава жирных кислот проводили методом газожидкостной хроматографии [13].
Уровни грелина, гастроингибиторного пептида (GIP), глюкагоноподобного пептида-1 (GLP-1), глюкагона, лептина, ингибитора активатора плазминогена 1 (PAI-1), резистина в плазме крови мышей определяли методом мультиплексного анализа Luminex на мультианалитных флуоресцирующих магнитных микросферах Bio-Plex Pro ("Bio-Rad Laboratories, Inc.", США) с использованием набора Bio-Plex Mouse Diabetes Panel 8-Plex; уровни лептина, грелина, GLP-1, глюкагона, PAI-1 в плазме крови крыс - набора Bio-Plex Reagent Kit, 1x96-well, дополняемого реагентами: Pro-Rat 33-Plex Standarts, Rat Diabetes Ghrelin SET, Rat Diabetes Leptin SET, Rat Diabetes GLP-1 SET, Rat Diabetes Glucagon SET, Rat Diabetes PAI-1 SET ("Bio-Rad Laboratories, Inc.", США). Измерения выполняли на мультиплексном проточном анализаторе Luminex 200 ("Luminex Corporation", США) по технологии xMAP с использованием программного обеспечения Luminex xPONENT Version 3.1 ("Luminex Corporation", США).
Статистическую обработку данных проводили с использованием параметрических критериев ANOVA, двустороннего f-критерия Стьюдента для несвязанных показателей с поправкой Levine на неравенство выборочных дисперсий, непараметрического критерия Манна-Уитни при уровне значимости р<0,05.
Результаты
Удельное энергопотребление
Как показало ежедневное определение удельного потребления энергии и белка, использованные пищевые режимы не позволили в начале эксперимента обеспечить равенство этих показателей в опытных и контрольных группах животных (рис. 1). Это было связано в первую очередь с наименьшей в сравнении с другими рационами поедаемостью высокожирового рациона, а также с высокой калорийностью добавки фруктозы. В целях сближения уровней удельного потребления энергии и белка в опытных группах животных их рацион на протяжении эксперимента подвергали ряду последовательных модификаций. Так, в 3, 4 и 6-х группах, получавших фруктозу, на 3-й день опыта снижали количество потребляемого крахмала на 20%, во 2, 3 и 4-х группах, получавших повышенную квоту жира и/или фруктозы, на 24-й день увеличивали квоту белка за счет удаления 5% по массе целлюлозы и на 31-й день - за счет удаления 10% по массе крахмала; на 37-й день опыта во всех группах, не получавших избыток жира (1-е, 3-и, 5-е, 6-е), снижали суточное количество предоставляемых рационов на 20 или 30%, а начиная с 50-го дня повышали его в этих же группах на 10% для крыс и на 20% для мышей. В результате этих манипуляций в последние недели эксперимента удельное энергопотребление в группах животных удалось сблизить между собой, о чем свидетельствуют данные рис. 1.
Интегральные показатели
На протяжении эксперимента животные большинства групп равномерно прибавляли в массе тела, за исключением крыс группы 5а (добавка холестерина), которые практически перестали прибавлять в массе к концу эксперимента и статистически значимо отстали по этому показателю от животных групп 2а-4а и 6а (р<0,05). В группах мышей животные группы 2б, получавшие высокожировой рацион, прибавляли в массе тела достоверно быстрее животных групп 1б, 3б и 4б (р<0,05), несмотря на то, что удельное энергопотребление на этом рационе было, во всяком случае, не больше, чем в остальных группах (см. рис. 1). Явные признаки заболеваемости и летальность отсутствовали на протяжении всего периода эксперимента у всех животных.
Обзорное патологоанатомическое исследование внутренних органов показало наличие жировой дистрофии печени крыс и мышей, наиболее выраженной в 5-х и 6-х группах, получавших добавку холестерина.
Определение относительной массы внутренних органов крыс и мышей (табл. 2) выявило достоверное повышение массы печени у крыс и мышей всех групп, получавших фруктозу (3-и, 4-е и 6-е) по сравнению с контрольной группой. У крыс группы 6а, получавших добавки холестерина и фруктозы, и мышей группы 4б, получавших высокожировой рацион с фруктозой, увеличение массы печени было наиболее выражено. Относительная масса почек была достоверно повышена в обеих группах крыс, получавших фруктозу (3а, 4а); в отличие от этого у мышей выявлено снижение массы почек на рационе с избытком жира (группа 2б). Масса головного мозга мышей достоверно повышалась в результате приема ими добавки холестерина и фруктозы (группа 6б); для группы 5б (холестерин) это изменение было на уровне тенденции. При этом у крыс прием холестерина не вызывал изменения массы мозга в сравнении с контрольной группой. Масса жировых депо, охарактеризованная для общего, забрюшинного жира, а также подкожно-пахового и брыжеечного жира (данные не показаны) достоверно не отличалась от контроля во всех опытных группах крыс и мышей. Однако для обоих видов животных отмечалось снижение размеров жировых депо на рационе с избытком фруктозы и холестерина (6-е группы) в сравнении с избытком жира (2-е группы).
Для остальных изученных органов (селезенка, сердце, легкие, тимус) при сравнении опытных групп между собой был выявлен ряд разнонаправленных изменений, обсуждение которых не входит в задачи настоящей статьи (данные не показаны).
Показатели липидного и углеводного обмена
Как следует из данных табл. 3, у крыс потребление рационов с холестерином (группы 5а, 6а) вызывало достоверное и многократное повышение уровня общего холестерина и ЛПНП и достоверное снижение уровня ЛПВП. Индекс атерогенности (ЛПНП/ЛПВП) возрастал в этих группах соответственно в 5,5 и 7,4 раза по сравнению с контролем. При потреблении высокожирового рациона статистически значимые изменения в показателях липопротеинов отсутствовали. Добавка фруктозы в группах 3а и 4а оказывала эффект, противоположный холестерину - индекс атерогенности был снижен в 1,5 и 1,4 раза по сравнению с контрольной группой (1а) и в 8,2 и 7,8 раза по сравнению с группой с повышенным содержанием холестерина в рационе (5а) соответственно. Содержание триглицеридов плазмы крови повышалось под влиянием приема фруктозы, что было наиболее заметным на фоне добавки холестерина (из сравнения 5-й и 6-й групп).
У мышей наблюдалось снижение содержания ЛПВП в плазме крови в группах, потреблявших высокохолестериновый рацион (5б, 6б), однако выраженность этого эффекта в сравнении с крысами была незначительной. Достоверных изменений в уровне ЛПНП и общего холестерина в сравнении с контролем не было выявлено ни в одной опытной группе. Индекс атерогенности незначительно возрастал в результате потребления высокохолестеринового рациона только на фоне потребления фруктозы (как следует из сравнения групп 3б и 6б). Уровень триглицеридов достоверно, но незначительно по абсолютной величине снижался в группах 5б и 6б, потреблявших холестерин.
Как у крыс, так и у мышей отмечалось выраженное снижение уровня глюкозы в группах 5а и 5б, получавших добавку холестерина (см. табл. 3).
Потребление крысами рациона с увеличенной квотой жира (группа 2а) приводило к умеренному по абсолютной величине (на 36%), но достоверному увеличению накопления общих липидов в печени (рис. 2). Рацион с повышенным содержанием холестерина (группа 5а) резко и достоверно увеличивал этот показатель в 3,6 раза. При этом потребление фруктозы крысами группы 6а приводило к достоверному снижению накопления липидов по сравнению с животными группы 5а, получавшими только добавку холестерина.
Данные, представленные в табл. 4, показывают, что в жирнокислотном составе печени крыс при всех типах экспериментальных рационов наблюдались достоверные изменения по сравнению с контрольной группой. Так, потребление высокожирового рациона приводило к увеличению содержания линолевой кислоты, суммы С20, суммы С22, суммы общих полиненасыщенных жирных кислот (ПНЖК), ПНЖК ω-6, соотношения ω-6/ ω-3 и снижению уровня С14, С16, С17 кислот. Рацион с фруктозой вызывал увеличение содержания С14, С16:0, С16:1, цис-С18:1 и снижение уровня суммы С20, суммы С22, эйкозапентаеновой и докозагексаеновой кислот, суммы ПНЖК ω-3 и ω-6. При потреблении добавки холестерина увеличивался уровень С16 и С18:1 жирных кислот, снижался - С15, С18:0, суммы С22, арахидоновой, эйкозапентаеновой и докозагексаеновой кислот. Суммарное содержание насыщенных жирных кислот и всех классов ПНЖК снижалось, как можно предположить, вследствие частичного замещения содержащих их липидов холестерином. Соотношение ПНЖК ω-6/ω-3 при потреблении холестерина достоверно возрастало. Потребление фруктозы на фоне высокожирового и высокохолестеринового рациона также оказывало разнонаправленные влияния на состав жирных кислот.
Уровни пептидных гормонов
Как следует из данных, представленных в табл. 5, уровень грелина не отличался от контроля во всех опытных группах мышей и крыс. Однако у мышей прослеживалось снижение содержания этого гормона под действием фруктозы на фоне высокожирового рациона (из сравнения групп 3б и 4б). Аналогичная закономерность у крыс отмечалась только на уровне тенденции. В числе гормонов семейства инкретинов, являющихся ключевыми регуляторами гомеостаза глюкозы [14], уровни GIP у мышей статистически значимо возрастали по сравнению с контролем в группах 3б и 4б, получавших добавку фруктозы, тогда как на содержание GLP-1 фруктоза оказывала такое же воздействие только в сочетании с холестерином (из сравнения групп 3б и 6б). У крыс различия в уровнях этого гормона не выявлены, что указывает на меньшую чувствительность углеводного обмена этих более крупных животных к действию фруктозы. Наименьшая концентрация глюкагона в плазме крови отмечена у мышей, получавших фруктозу (группа 3б), а у крыс - при сочетании фруктозы с высокожировым рационом (группа 4а). Уровень лептина в опытных группах животных обоих видов статистически значимо не отличался от контроля; при этом наименьшие (в сравнении с остальными опытными группами) концентрации этого гормона отмечались у крыс, получавших холестерин (группа 5а), а у мышей - холестерин с раствором фруктозы (группа 6б). Содержание PAI-1 во всех группах крыс различалось недостоверно, тогда как у мышей отмечено его выраженное снижение в группах, получавших фруктозу и/или жир (3б и 4б) по сравнению с получавшими холестерин (5б и 6б). Уровни резистина у мышей достоверно снижались при приеме раствора фруктозы только на фоне высокожирового рациона (из сравнения групп 3б и 4б), что совпадает с данными литературы [15].
Обсуждение
При кормлении высокожировыми и высокоуглеводными рационами в организме экспериментальных животных развивается комплексный патофизиологический процесс, в основе которого лежат макрофагальная инфильтрация и воспаление жировой ткани. Следствием этих процессов является нарушение гормональной регуляции чувства голода и насыщения [16, 17], снижение чувствительности клеток ряда органов и тканей к инсулину, влекущее развитие гиперлипидемии, метаболического синдрома и стеатоза печени [1, 18].
У животных с вызванными рационом ожирением, гиперлипидемией и метаболическим синдромом отмечается изменение в экспрессии большого числа функционально значимых генов, что в значительной степени соответствует нарушениям углеводного и липидного обмена алиментарного происхождения, наблюдаемым в генетически гетерогенной человеческой популяции, и является объектом диетической коррекции [5, 19-21].
Как показали результаты настоящего исследования, у использованных линий мышей и крыс отмечаются как общие, так и различные по характеру реакции на применяемые алиментарные воздействия. Определение относительных масс внутренних органов показало, что у обоих видов печень наиболее чувствительна к алиментарному дисбалансу, причем нутриентом, оказывающим на этот орган наибольшее воздействие, является фруктоза. Изучение алиментарно-индуцированных изменений транскриптомных и протеомных показателей в ткани печени на данных экспериментальных моделях представляет наибольший интерес с позиции выявления взаимосвязи между нарушениями липидного и углеводного обмена, опосредуемыми, по современным данным, системой печеночного рецептора желчных кислот FXR (фарнезоид-Х-рецептор) [7, 22, 23].
Оценка стандартных показателей липидного обмена в плазме крови показала, что у крыс в сравнении с мышами отмечается значительно более выраженная реакция спектра липопротеидов на алиментарные дисбалансы, в особенности на уровень холестерина рациона. По данным литературы, преобладающей формой липопротеидов у грызунов являются ЛПВП [1, 2], тогда как у человека - ЛПНП. Полученные в настоящей работе данные подтвердили это положение для контрольных крыс и мышей и животных, получавших рационы с разбалансированным содержанием моносахаридов и жира (группы 2, 3, 4а/б). Вместе с тем при потреблении добавки всего 0,5% (по массе рациона) холестерина происходит полное "обращение" профиля липоп-ротеидов у крыс с многократным возрастанием ЛПНП (группа 5а), тогда как для мышей ничего подобного не наблюдается. Последнее согласуется с данными о том, что у мышей ненокаутных линий потребление рациона западного типа с повышенной квотой монои дисахаридов и холестерина не приводит к развитию дислипидемии [1]. Для выяснения механизмов алиментарно-индуцированных нарушений липидного обмена большой интерес представляет выяснение того, какие межвидовые различия в экспрессии генов ключевых регуляторов транспорта и обмена липидов определяют такие расхождения между мышами и крысами в реакции на холестерин.
Резкие изменения в профиле липопротеидов, наблюдаемые у крыс при потреблении рациона с 0,5% холестерина, приводят, как можно предположить, к сдвигам в тканевом транспорте и накоплении липидов, в частности к развитию стеатоза печени, отражением чего стало многократное увеличение содержания липидов в печени крыс 5-й и 6-й групп. В литературе имеются указания на то, что к аналогичным последствиям приводили и такие диетические манипуляции, как кормление крыс рационами, дефицитными по холину и серосодержащим аминокислотам [24].
Выявленные изменения в жирнокислотном составе липидов печени, такие как более чем 2-кратное снижение содержания ПНЖК семейства ω-3 на рационе с добавкой фруктозы и холестерина, могут привести к изменениям в реологических свойствах мембран клеток и опосредованно повлиять на активность мембранно-связанных ферментных и транспортных белков. Помимо этого наблюдаемое возрастание отношения ПНЖК ω-6/ω-3 может привести к увеличению продукции провоспалительных простагландинов и лейкотриенов 4-й серии. Это может быть одним из факторов развития хронического воспаления печени и жировой ткани, характерного для алиментарно-индуцированной дислипидемии, ожирения и метаболического синдрома [18, 25].
Исследованные опытные рационы по-разному влияли на уровни пептидных гормонов, регулирующих углеводно-энергетический обмен, чувство голода и насыщения в группах мышей и крыс. Чувствительность гормонов, являющихся регуляторами углеводного обмена, таких как GLP, глюкагон [14], а также грелина к уровню потребления фруктозы оказывается значительно большей у мышей по сравнению с крысами, что может быть связано с большей интенсивностью углеводно-энергетического обмена у мышей. Влияние сочетания холестерина и фруктозы на уровни лептина у двух видов имело прямо противоположную направленность. Причины этих различий, связанные, по-видимому, с дифференцированной экспрессией различных ключевых генов метаболизма липидов, углеводов и энергии [1, 2], можно будет установить после проведения транскриптомного анализа биосубстратов животных, получавших экспериментальные рационы.
Работа выполнена при финансовой поддержке ФАНО России, задание № 0529-2015-0006
"Поиск новых молекулярных маркеров алиментарно-зависимых заболеваний: геномный и постгеномный анализ".
Литература
1. Jawien J., Nastalek P., Korbut R. Mouse models of experimental atherosclerosis // J. Physiol. Pharmacol. 2004. Vol. 55, N 3. P. 503-517.
2. Woods S.C., Seeley R.J., Rushing P.A., D'Alessio D. et al. A controlled high-fat diet induces an obese syndrome in rats // J. Nutr. 2003. Vol. 133, N 4. P. 1081-1087.
3. Nakanishi N., Nakagawa Y., Tokushige N., Aoki N. et al. The up-regulation of microRNA-335 is associated with lipid metabolism in liver and white adipose tissue of genetically obese mice // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2009. Vol. 385. P. 492-496.
4. Buettner R., Parhofer K.G., Woenckhaus M., Wrede C.E. et al. Defining high-fat-diet rat models: metabolic and molecular effects of different fat types // J. Mol. Endocrinol. 2006. Vol. 36. P. 485-501.
5. Yogalakshmi B., Bhuvaneswari S., Sreeja S., Anuradha C.V. Grape seed proanthocyanidins and metformin act by different mechanisms to promote insulin signaling in rats fed high calorie diet // J. Cell Commun. Signal. 2014. Vol. 8. P. 13-22.
6. Siddiqui R.A., Xu Z., Harvey K.A., Pavlina T.M. et al. Comparative study of the modulation of fructose/sucrose-induced hepatic steatosis by mixed lipid formulations varying in unsaturated fatty acid content // Nutr. Metab. 2015. Vol. 12. P. 41. doi: 10.1186/s12986-015-0038-x
7. Glastras S.J., Wong M.G., Chen H., Zhang J. et al. FXR expression is associated with dysregulated glucose and lipid levels in the offspring kidney induced by maternal obesity // Nutr. Metab. 2015. Vol. 12. P. 40.
8. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8 the ed. / Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals; Institute for Laboratory Animal Re-search (ILAR); Division on Earth and Life Studies (DELS); National Research Council of the national academies. Washington : The National Academies Press, 2011. 248 p.
9. Reeves P.G., Nielsen F.H., Fahey G.C. Jr. AIN-93 purified diets for laboratory rodents: final report of the American Institute of Nutrition ad hoc writing committee on the reformulation of the AIN-76A rodent diet // J. Nutr. 1993. Vol. 123, N 11. P. 19391951.
10. Кейтс М. Техника липидологии. М. : Мир, 1975. Гл. 3.
11. Бергельсон Л.Д., Дятловицкая Э.В. и др. Препаративная биохимия липидов. М. : Наука, 1981. 259 с.
12. IUPAC 2.301, 2.302 "Standard methods for the analysis of oils, fats and derivatives*. Oxford : Pergamon Press, 1979.
13. Руководство по методам контроля качества и безопасности БАД к пище Р. 4.1.1672-03. М. : МЗ России, 2004.
14. Kim W., Egan J.M.. The role of incretins in glucose homeostasis and diabetes treatment // Pharmacol. Rev. 2008. Vol. 60, N 4. P. 470-512. doi: 10.1124/pr.108.000604.
15. Nowacka-Woszuk J., Pruszynska-Oszmalek E., Szydlowski M., Sadkowski S. et al. Diet-induced variability of the resistin gene (Retn) transcript level and methylation profile in rats // BMC Genet. 2015. Vol. 16. P. 113.
16. Cheung W.W., Mao P. Recent advances inobesity: genetics and beyond // ISRN Endocrinol. 2012. Article ID 536905. 11 p. doi: 10.5402/2012/536905.
17. Margetic S., Gazzola C., Pegg G.G., Hill R.A. Leptin: a review of its peripheral actions and interactions // Int. J. Obes. 2002. Vol. 26, N 11. P. 1407-1433.
18. Kim Y., Park T. DNA microarrays to define and search for genes associated with obesity // Biotechnol. J. 2010. Vol. 5. P. 99-112.
19. Cordero P., Gomez-Uriz A.M., Campion J., Milagro F.I. et al. Dietary supplementation with methyl donors reduces fatty liver and modifies the fatty acid synthase DNA methylation profile in rats fed an obesogenic diet // Genes Nutr. 2013. Vol. 8. P. 105-113. doi: 10.1007/s12263-012-0300
20. Park D.-Y., Ahn Y.-T., Huh C.-S., McGregor R.A. et al. Dual probiotic strains suppress high fructose-induced metabolic syndrome // World J. Gastroenterol. 2013. Vol. 19, N 2. P. 274-283.
21. Al-Rejaie S.S., Abuohashish H.M., Alkhamees O.A., Aleisa A.M. et al. Gender difference following high cholesterol diet induced renal injury and the protective role of rutin and ascorbic acid combination in Wistar albino rats // Lipids Health Dis. 2012. Vol. 11. P. 41.
22. Jiao Y., Lu Y., Li X.Y. Farnesoid X receptor: a master regulator of hepatic triglyceride and glucose homeostasis // Acta Pharmacol. Sinica. 2015. Vol. 36, N 1. P. 44-50.
23. Prawitt J., Abdelkarim M., Stroeve J.H.M., Popescu I. et al. Farnesoid X receptor deficiency improves glucose homeostasis in mouse models of obesity // Diabetes. 2011. Vol. 60, N 7. P. 1861-1871.
24. Kucera O., Cervinkova Z. Experimental models of non-alcoholic fatty liver disease in rats // World J. Gastroenterol. 2014. Vol. 20, N 26. P. 8364-8376.
25. Kumar M.S., Priyanka J., Prashant M. Microarray evidences the role of pathologic adipose tissue in insulin resistance and their clinical implications // J. Obes. 2011. Article ID 587495. doi:10.1155/2011/587495